Выбор жанра
Приказ министерства обороны рф сколиоз

Приказ министерства обороны рф сколиоз

МЕЗЕНХИМАЛЬНЫЕ СТВОЛОВЫЕ КЛЕТКИ ЖИРОВОЙ ТКАНИ: ХАРАКТЕРИСТИКА И АСПЕКТЫ ИСПОЛЬЗОВАНИЯ ПРИ ТРАНСПЛАНТАЦИИ ГЕМОПОЭТИЧЕСКИХ КЛЕТОК

Известия НАН Беларуси 2006 №1

 

1Е.С. Рябцева, 1С.И. Кривенко, 1В.И. Левин, 1Л.С. Луц, 1М.В. Белевцев, 2А.Л. Усс, 2В.А. Змачинский

 

1Республиканский научно-практический центр гематологии и трансфузиологии, Минск, Беларусь

2Белорусская медицинская академия последипломного образования, Минск

 

 

Мезенхимальные стволовые клетки (МСК) представляют большой интерес для практической медицины. Они способны дифференцироваться в разные типы клеток соединительной ткани, обладают низкой иммуногенностью и проявляют выраженные иммуносупрессивные свойства. Наиболее доступным источником полноценных МСК является жировая ткань (ЖТ).

Одним из перспективных направлений применения этих клеток является их совместная трансплантация с гемопоэтическими стволовыми клетками (ГСК), особенно при ограниченных количествах ГСК, что характерно для использования трансплантатов пуповинной крови (ПК). При этом МСК способны брать на себя роль стромы костного мозга, таким образом, способствуя приживлению трансплантата, и одновременно снижать вероятность развития реакции «трансплантат против хозяина».

При совместном культивировании МСК ЖТ и ГСК ПК наблюдается формирование так называемых зон «булыжной мостовой», образованных наиболее ранними предшественниками гемопоэза, видоизменяющихся в процессе дифференцировки. Кроме того, были получены оригинальные данные, подтверждающие иммуносупресивные свойства МСК. Результаты позволяют рассматривать МСК ЖТ в качестве ко-трансплантата, способствующего успешному проведению трансплантаций ограниченного количества ГСК.

 

ADIPOSE TISSUE MESENCHYMAL STEM CELLS: CHARACTERISTICS AND ASPECTS OF USAGE IN HEMATOPOIETIC STEM CELL TRANSPLANTATION

 

1Е.S. Riabtseva, 1S.I. Krivenko, 1V.I. Levin, 1L.S. Luts, 1М.V. Belevtsev, 2А.L. Uss, 2V.А. Zmachinskiy

 

1Belarusian Research & Production Center for Hematology & Transfusiology

2Belarussian Medical Academy for Postgraduate Education, Minsk

 

Mesenchymal stem cells (MSC) have great potential for applied medicine. They are able to differentiate into different connective tissue cell types, have low immunogenicity and considerable immunosuppressive properties. The most accessible MSC source is human adipose tissue (AT).

One of the most promising MSC application fields is their co-transplantation with hematopoietic stem cells (HSC), especially when there is a limited number of HSC available, for example while using cord blood (CB) transplants. MSC are able to perform functions of bone marrow stroma, thus improving engraftment and at the same time reducing probability of “graft versus host” disease development.

During co-cultivation of AT MSC and CB HSC we detected formation of so called “cobble-stone areas”, which consist of the most immature hematopoietic precursor-cells changing their morphology in the process of differentiation. We also have unique data, sustaining immunosupressive properties of MSC. According to our results, AT MSC can be considered as a possible co-transplant contributing successful transplantation of limited HSC quantities.


В последнее время во всем мире все большее внимание уделяется использованию стволовых клеток в терапии различных заболеваний. До сих пор большинство методов лечения находится на стадии лабораторных и клинических испытаний, но некоторые из них уже завоевали свое место в клинической практике.

Наиболее привлекательными для использования в практической медицине видятся эмбриональные стволовые клетки, получаемые из бластоциста. Они наименее дифференцированы и, соответственно, наиболее плюрипотентны. Но использование этих клеток неизбежно поднимает целый ряд социальных и этических вопросов и запрещено во многих странах мира.

Cтволовые клетки взрослого организма обладают ограниченным потенциалом дифференцировки, но, с точки зрения этики, являются более приемлемым для клинического использования материалом. Популяции СК существуют практически во всех тканях организма и их способность к дальнейшей дифференцировке определяется преимущественно окружающей их тканью [1]. Различными группами ученых были описаны гемопоэтические [2], эпидермальные [3], мезенхимальные [4], нервные [5] и печеночные [6] СК. Судя по всему, эти клетки формируют своеобразный «резерв», способный в случае необходимости мобилизовываться и перемещаться к зонам повреждения для участия в восстановлении пораженных участков ткани.

Большой интерес представляют собой мезенхимальные стволовые клетки (МСК), способные дифференцироваться в клетки различных типов соединительной ткани организма [7, 8, 9, 10]: адипоциты, хондроциты, миобласты и остеобласты. Антигенный профиль МСК еще до конца не определен, но, считается, что они не экспрессируют антигены, характерные для гемопоэтических стволовых клеток, такие как: CD45, CD34, CD14, CD11b, CD43, гликофорин А [12, 13, 14]. К поверхностным антигенам, идентифицированным на поверхности МСК, относятся: Stro-1, Thy-1, c-kit [12, 14, 15], HOP26 [16], SH-2, SH-3, SH-4 [17], SB-10, CD44, b-1 интегрин CD29, рецептор к трансферрину CD71 [13, 18] и остеогенные маркеры как щелочная фосфатаза, остеопонтин, коллаген I и II типов [19] и другие [9].

Очень важной особенностью МСК является их низкая иммуногенность и, более того, способность подавлять иммунный ответ организма, что крайне важно при осуществлении различного рода аллогенных трансплантаций.

МСК экспрессируют на своей поверхности сравнительно небольшое количество антигенов MHC I класса и совсем незначительное - MHC II класса. Однако антигены MHC II класса легко определяются методом вестерн-блотт в лизатах неактивированных МСК, что позволяет предположить наличие значительных внутриклеточных депозитов этих антигенов. При культивировании МСК в присутствии TNF-g более 90% клеток начинают экспрессировать антиген MHC II нас своей поверхности [20, 21].

Несмотря на то, что МСК должны распознаваться аллореактивными Т-лимфоцитами, и есть данные, согласно которым аллогенные МСК способны вызывать пролиферацию цитотоксических клеток [22], большинство авторов утверждают, что, при совместном культивировании МСК и лимфоцитов периферической крови, пролиферации Т-клеток не происходит [20, 21, 23-33]. При постановке экспериментов «in vivo» введение аллогенных МСК обезьянам переносилось хорошо практически всеми животными [34, 35]. Следует также отметить, что добавление аллогенных МСК в смешанную культуру лимфоцитов в качестве 3-его компонента не только не вызывает стимуляции пролиферации цитотоксических Т-лимфоцитов, но и эффективно ее снижает, даже если клетки подвергались предварительной активации [23, 28, 36]. Кроме того, МСК обладают «вето»-функцией, то есть способностью блокировать иммунный ответ на антигены, экспрессированные на их поверхности [22].

Существуют две альтернативные гипотезы, объясняющие этот феномен. Согласно одной, МСК супрессируют Т-лимфоциты с помощью синтезируемых ими растворимых факторов [29]; согласно другой – благодаря межклеточному контакту [37]. Скорее всего, снижение Т-клеточной пролиферации происходит за счет совместного действия этих факторов [25, 26, 30].

Хотя биологический смысл описанного явления не совсем понятен, оно, несомненно, может сыграть положительную роль при проведении трансплантаций.

Возможные области применения МСК, которые обсуждаются на сегодняшний день – это: лечение фиброза легких, расстройств центральной нервной системы [38], несовершенного остеогенеза [39], остеопороза, восстановление повреждений сердечно-сосудистой системы, спинного мозга, мышц [40], а также костей и хрящей, особенно при заболеваниях и травмах суставов и др. [9, 41].

Одним из наиболее перспективных направлений представляется использование МСК для совместной трансплантации с гемопоэтическими стволовыми клетками (ГСК) при лечении различных гематологических и негематологических патологий, требующих пересадки костного мозга.

Схема терапии в данном случае, как правило, включает предварительное тотальное облучение пациента либо жесткую химиотерапию с целью уничтожения патологически измененных активно делящихся клеток. После этого пациенту проводится трансфузия гемопоэтических стволовых клеток (ГСК), способных пролиферировать и дифференцироваться в клетки всех ростков кроветворения и, таким образом, восстанавливать гемопоэз. В качестве источников ГСК традиционно используется костный мозг (КМ), мобилизированная периферическая кровь или пуповинная кровь (ПК).

ПК как трансплантационный материал обладает рядом существенных преимуществ перед другими перечисленными источниками клеток. ГСК ПК, в силу своей незрелости, имеют более высокий пролиферативный потенциал и вызывают иммунный ответ меньшей силы, чем клетки, выделяемые из костного мозга или периферической крови. Кроме того, получение ПК абсолютно безопасно, не требует хирургического вмешательства и больших финансовых затрат. Единственным, но очень значительным недостатком ПК является небольшой объем образцов и, соответственно, ограниченное количество ГСК. Так, согласно статистическим данным, только каждый четвертый образец пригоден для трансплантации реципиентам массой 50-70 кг [42].

Для полноценного функционирования гемопоэтическим клеткам необходим контакт со стромальными элементами костного мозга [17, 43], которые, как показали “in vitro” эксперименты с человеческими и мышиными клетками, также подвержены губительному действию радиоактивного излучения и цитостатических препаратов [43], используемых при проведении предтрансплантационного кондиционирования. Ослабленное состояние стромы наиболее значимо для исхода трансплантации в случае ограниченного содержания ГСК в трансплантате, что особенно важно, если планируется пересадка клеток ПК.

Теоретически трансплантация стромальных клеток здорового донора способна ускорить процесс приживления трансплантата ГСК и, соответственно, процесс восстановления гемопоэза [17, 30, 43-49]. Существуют предпосылки, указывающие на целесообразность применения МСК в качестве ко-трансплантата при введении пациенту ГСК: 1) МСК поддерживают рост гемопоэтических клеток и клеток-предшественников, а также существенно стимулируют формирование мегакариоцитов и тромбоцитов in vitro [48, 50, 51]; 2) МСК продуцируют ряд важных гемопоэтических факторов роста, таких как IL6, IL11, LIF, SCF и Flt3-лиганд [50, 52, 53]; 3) МСК экспрессируют на своей поверхности протеины экстрацеллюлярного матрикса, участвующие в хоуминге стволовых клеток, в том числе: VCAM1, Е-селектин, коллаген I типа и фибронектин [13, 18, 52]. Практически, МСК дифференцируются в клетки стромы, способные синтезировать экстрацеллюлярный матрикс, формирующий костномозговое микроокружение, необходимое клеткам гемопоэза [54].

Ко-трансплантация человеческих МСК из костного мозга [11, 43, 55], эмбрионального легкого [56] и жировой ткани [57] совместно с человеческими ГСК улучшала долгосрочное приживление ГСК в костном мозге эмбриона овцы и иммунодефицитных NOD/SCID мышей [11, 26, 43, 44, 56-59]. Причем, МСК оказывали положительный эффект на восстановление всех ростков кроветворения: лимфоцитарный, миелоцитарный и промегакариоцитарный. Кроме того, одинаковое улучшение процесса приживления наблюдалось как при использовании ГСК и МСК от одного донора, так и от разных доноров. И, самое интересное, что при одинаковом количестве вводимых МСК, увеличение количества ГСК снижало выраженность наблюдаемого эффекта [11].

Все это в совокупности с описанными выше иммуномодулирующими свойствами МСК позволяет предположить их успешное использование в качестве ко-трансплантатов при лечении различных патологий человека. Результаты первых клинических испытаний очень обнадеживают. При совместном введении ГСК и МСК КМ пациентам с острым миелоидным лейкозом [54] и раком молочной железы после высокодозного облучения [60] приживление трансплантата происходило в оптимальные сроки, при этом ни у кого из пациентов не наблюдалось тяжелой “реакции трансплантат против хозяина” (РТПХ) [36, 54, 60].

Теоретически способность МСК снижать РТПХ может распространяться и на эффект «трансплантат против лейкемии» [27, 54], что, в свою очередь, может привести к повышенному риску развития рецидивов заболевания после трансплантации или возникновению опухолей “de novo” [61], однако таких случаев пока зафиксировано не было [27].

Классическим источником МСК является костный мозг, но, наряду с ним, МСК могут быть выделены и из других тканей: пуповинной крови, жировой ткани (ЖТ) [7, 62], тканей эмбриона [56]. Причем, клетки, полученные из разных источников, не отличаются ни по основным морфологическим признакам, ни по способности дифференцироваться в остеоциты, хондроциты, адипоциты и другие типы клеток соединительной ткани [7] при воздействии соответствующих биологических агентов.

Процедура забора КМ требует анестезии, травматична и может быть опасной для донора [63]. Кроме того, полученный при этом аспират далеко не всегда содержит большое количество МСК, поэтому клетки нуждаются в длительной «ex vivo», экспансии, что дорого, трудоемко, требует много времени и повышает вероятность микробной контаминации [7].

Более подходящим источником могут послужить обломки костей, содержащие КМ, но они доступны лишь при проведении операций на суставах. Плановые операции такого рода проводятся в основном пожилым пациентам, чей костный мозг уже атрофирован или патологически изменен и не может служить адекватным источником МСК. Получение же материала при проведении экстренных операций на суставах сопряжено с определенными трудностями.

МСК, получаемые из ПК, имеют крайне высокий пролиферативный потенциал, но их получение очень затруднено. Так, только из 60% образцов ПК удается выделить единичные МСК и это при условии, что в работе могут быть использованы образцы с чистым объемом не менее 33 мл, содержащие не менее 1´108 мононуклеаров и после получения которых прошло не более 15 часов [62]. Кроме того, несмотря на быстрое и активное деление, нарастить достаточное для практического применения количество клеток практически не представляется возможным в силу их недостаточного количества [63].

Ввиду вышесказанного, наиболее перспективным источником МСК представляется жировая ткань (ЖТ), получаемая в виде липоаспирата при проведении операции липосакции. Эта процедура минимально травматична и люди подвергаются ей совершенно добровольно в эстетических целях [64]. Причем, получаемый при этом материал, уничтожается. Таким образом, МСК жировой ткани, сами по себе обладающие хорошим пролиферативным потенциалом, могут быть получены в большом количестве, практически без финансовых затрат на заготовку нужного материала. Кроме того, при сравнении экспрессии генов МСК КМ и ЖТ, оказалось, что менее 1% генов отличается по уровню экспрессии. Причем, некоторые гены, обладающие более выраженной экспрессией на МСК ЖТ, такие как DKK-1 и ID, участвуют в регуляции пролиферации стволовых клеток. Возможно, это объясняет более высокий пролиферативный потенциал МСК ЖТ [8]. Иммуносупрессивная активность МСК ЖТ также не уступает активности МСК КМ [33].

Для изучения способности МСК ЖТ поддерживать гемопоэз на протяжении продолжительного времени нами была избрана следующая тактика.

 

Выделение МСК из липоаспирата.

Для получения МСК липоаспират отмывался от примеси эритоцитов, после чего обрабатывался коллагеназой I типа и интенсивно промывался PBS. Полученные клетки высевались в культуральные флаконы с проницаемыми для газов крышками в специализированную среду для мезенхимальных клеток MesenCult (StemCell Technologies, Канада) и культивировались до достижения конфлюэнтности. Затем клетки трипсинизировались, отмывались PBS, высевались в 6-луночные планшеты в среду для выращивания стромальных клеток MyeloCult (StemCell Technologies, Канада) и подвергались g-облучению в дозе 16 Гр.

 

Выделение CD34+ клеток из ПК.

Мононуклеарная фракция выделялась из ПК по стандартной методике сепарации на растворе фиколл-верографин. После этого производилось выделение CD34+ клеток методом иммуномагнитной сепарации с помощью EasySep CD34+ Positive Selection Cocktail (StemCell Technologies, Канада). Суспензия мононуклеаров ПК в определенном соотношении смешивалась с входящими в набор антителами и инкубировалась. После этого к суспензии добавлялись EasySep магнитные наночастицы и проводилась 2-ая инкубация. По завершении инкубации пробирка помещалась в EasySep магнит и проводилась серия из 5 (или 6) последовательных 5-минутных инкубаций и промывок. Чистота полученной популяции оценивалась методом проточной цитофлюорометрии. Содержание СD34+ клеток составляло 75-91%.

 

Постановка LTC-IC культур.

Для постановки долгосрочных культур родоначальных клеток (LTC-IC) СD34+ клетки, полученные из ПК методом иммуномагнитной сепарации, культивировались с предварительно облученными МСК ЖТ в качестве питательной подложки в среде для стромальных клеток в течение 5 недель. Еженедельно проводилась смена ½ объема среды, а после завершения срока культивированиия клетки обрабатывались трипсином, отмывались и использовались для постановки стандартного теста колониеобразования в полутвердой метилцеллюлозной среде MethoCult (StemCell Technologies, Канада).

В качестве стендовой модели для изучения иммуносупрессивных свойств МСК использовался «Тест подвижности лимфоцитов» [65],  выявляющий изменения величины электрофоретической подвижности (ЭФП) пар мононуклеаров, различающихся по антигенам гистосовместимости I класса при их совместном культивировании. МСК вносились в смешанную культуру лимфоцитов двух здоровых доноров в соотношении лимфоцитов и МСК 50:1 и проводилось измерение электрофоретической подвижности (ЭФП) суммарной популяции лимфоцитов после инкубации с МСК. В случае развития иммунного ответа наблюдается изменение ЭФП более чем на 4%. В случае же отсутствия иммунного ответа величина ЭФП мононуклеаров не изменяется. Предположительно это обусловлено изменением клеточных мембран при инициировании иммунного ответа.

 

Результаты и их обсуждение.

На второй неделе совместного культивирования МСК ЖТ и ГСК ПК было отмечено появление так называемых зон «булыжной мостовой», представляющих собой участки поверхности, покрытые плотно прилегающими друг к другу клетками характерной формы. При наблюдении в инвертированном микроскопе такие зоны напоминают по внешнему виду булыжную мостовую. Эти области представляют собой скопления наиболее ранних незрелых клеток-предшественников гемопоэза и соответствуют очагам активного кроветворения in vivo [66]. В течение последующих недель морфология скоплений клеток постепенно изменяется, что свидетельствует об их созревании (рис. 1).

   

Рис.1. Зоны «булыжной мостовой»: А – 1 неделя, Б – 2 недели, В – 3 недели.

При внесении популяции клеток, сформировавшейся в результате пятинедельного совместного культивирования с МСК, в метилцеллюлозную среду, содержащую комплекс ростовых факторов, нами был зафиксирован интенсивный рост колоний всех типов, включая смешанные колонии, состоящие из клеток всех ростков кроветворения, родоначальниками которых являются наиболее незрелые предшественники гемопоэза. Количественный учет колоний различных типов был затруднен из-за их большой плотности.

В тесте подвижности лимфоцитов при внесении в смешанную культуру лимфоцитов определенного количества МСК и их совместном культивировании изменения ЭФП мононуклеаров не наблюдалось, причем в контрольных постановках (без МСК) ЭФП достоверно повышалось более чем на 4%. Это указывает на то, что иммуносупрессивные свойства МСК, широко освещенные в литературе, проявляются уже на первых этапах развития иммунного ответа, что может сыграть определенную положительную роль для приживления трансплантата ГСК при их совместном введении.

Приведенные литературные данные и собственные результаты позволяют утверждать, что при совместном культивировании ГСК и МСК ЖТ последние способны поддерживать рост и развитие ГСК и, кроме того, они обеспечивают условия, необходимые для поддержания в популяции клеток достаточного количества ранних предшественников, играющих ключевую роль в процессе восстановления гемопоэза. Благодаря этой способности, а также своей низкой иммуногенности и иммуносупрессивным свойствам мезенхимальные стволовые клетки жировой ткани могут рассматриваться в качестве ко-трансплантата при использовании гемопоэтических стволовых клеток пуповинной крови для терапии различных заболеваний.

 

Коллектив авторов выражает огромную благодарность Манцевичу Виктору Вениаминовичу, УП «Клинический центр пластической хирургии и медицинской косметологии г. Минска» и Жигоцкой Анне Михайловне, ЛПУ «Городской клинический родильный дом №2» за предоставленный биологический материал.


Литература

  1. Barry F. P. // Birth Defects Research(PartC). 2003. Vol. 69. P. 250–256.
  2. Spangrude G. J., Heimfeld S., Weissman I. M. // Science. 1988. Vol. 241. P. 58–62.
  3. Jones P. H., Harper S., Watt F. M. // Cell. 1995. Vol. 80. P. 83-93.
  4. Pittenger M. F., Mackay A. M., Beck S. C., et al. // Science. 1999. Vol. 284. P. 143–147.
  5. Gage F. H., Ray J., Fisher L. J. // Ann. Rev. Neurosci. Vol. 18. P. 159–192.
  6. Brill S., Holst P., Sigal S., et al. // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1993. Vol. 204. P. 261–269.
  7. Zuk P. A., Zhu M., Mizuno H., Huang J., Futrell J. W., Katz A. J., Benhaim P., Lorenz P., Hedrick M. H. // Tissue Engineering. 2001. Vol. 7, N2. P. 211–228.
  8. Ryang Hwa Lee, Byung Chul Kim, Ik Soo Choi, Hanna Kim, Hee Sun Choi, Keun Tak Suh, Young Chan Bae, Jin Sup Jung // Cellular Physiology and Biochemistry. 2004. Vol. 14. P. 311–324.
  9. Pittenger M. F., Mackay A. M., Beck S. C., Jaiswal R. K., Douglas R., Mosca J. D., Moorman M. A., Simonetti D. W., Craig S., Marshak D. R. // Science. 1999. Vol. 284. P. 143–147.
  10. Conget P. A., Minguell J. J. // Journal of cellular physiology. 1999. Vol. 181. P. 67–73.
  11. Angelopoulou M., Novelli E., Grove J. E., Rinder H. M., Civin C., Cheng L., Krause D. S. // Experimental Hematology. 2003. Vol. 31. P. 413–420.
  12. Colter D. C., Class R., Di Girolamo C. M., Prockop D. J. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. Vol. 97. P. 641–650.
  13. Bruder S. P., Horovitz M. C., Mosca J. D., Haynesworth S. E. // Bone. 1997. Vol. 21. P. 225–235.
  14. Simmons P., Torok-Strob B. // Blood. 1991. Vol. 78. P. 2848–2853.
  15. Stewart K., Walsh S., Screen J. et al. // J. of Bone Miner. Res. 1999. Vol. 14. P. 1345–1356.
  16. Joyner C. J., Bennet A., Triffit J. T. // Bone. 1998. Vol. 21. P. 1–6.
  17. Fibbe W. E., Noort W. A. /Ann. N. Y. Acad. Sci. 2003. Vol. 996. P. 235–244.
  18. Bruder S. P., Jaiswal N., Ricalton N. S., Mosca J. D., Kraus K. H., Kadiyala S. // Clin. Orthop. 1998. S. 247–256.
  19. Rickard D. J., Kassem M., Hefferan T. E., Sarkar G., Spelsberg T. C., Riggs B. L. // J. BoneMiner. Res. 1996. Vol. 11. P. 312–324.
  20. Le Blanc K., Tammik C., Rosendahl K., Zetterberg E., Ringden O. // Experimental Hematology. 2003. Vol. 31. P. 890–896.
  21. Le Blanc K. // Cytotherapy. 2003. Vol. 5, N6. P. 485–489.
  22. Potian J. A., Aviv H., Ponzio N. M., Harrison J. S., Rameshwar P. // The Journal of Immunology. 2003. Vol. 171. P. 3426–3434.
  23. Tse W. T, Pendleton J. D., Beyer W. M. et al. // Transplantation. 2003. Vol. 75 P. 389-397.
  24. Aggarwal S., Pittenger M. // Transplantation. 2005. Vol. 105, N4. P. 1815-1822.
  25. Krampera M., Glennie S., Dyson J., Scott D., Laylor R., Simpson E., Dazzi F. // Blood. 2003. Vol. 101, N9. P. 3722-3729.
  26. Maitra B., Szekely E., Gjini K., Laughlin M. J., Dennis J., Haynesworth S. E., Koc O. N. // Bone Marrow Transplantation. 2004. Vol. 33. P. 597–604.
  27. Rasmusson I., Ringden O., Sundberg B., Le Blanc K. // Transplantation. 2003. Vol. 76, N8. P. 1208–1213.
  28. Bartholomew A., Sturgeon C., Siatskas M., Ferrer K., McIntosh K., Patil S., Hardy W., Devine S., Ucker D., Deans R., Moseley A., Hoffman R. // Experimental Hematology. 2002. Vol. 30. P. 42-48.
  29. Di Nicola M., Carlo–Stella C., Magni M., Milanesi M., Longoni P. O., Matteucci P., Grisanti S., Gianni A. M. // Blood. 2002. Vol. 99, N10. P. 3838-3843.
  30. Zhao R. C., Liao L., Han Q. // J. Lab. Clin. Med. 2004. Vol. 143, N5. P. 284-291.
  31. Frank M. H., Sayegh M. H. // The Lancet. 2004. Vol. 363. P1411-1412.
  32. Klyushenkova E., Mosca J. D., Zernetkina V., Majumdar M. K., Beggs K. J., Simonetti D. W., Deans D. J., McIntosh K. R. // Journal of Biomedical Science. 2002. Vol. 12. P. 47-57.
  33. Puissant B., Barreau C., Bourin P., Clavel C., Corre J., Bousquet C., Taureau C., Cousin B., Abbal M., Laharrague P., Penicaud L., Casteilla L., Blancher A. // British Journal of Haematology. 2005. Vol. 129. P. 118-129.
  34. Bartholomew A., Patil S., Mackay A., et al. // Hum. Gene Ther. 2001. Vol. 12. P. 1527–1591.
  35. Devine S. M., Bartholomew A. M., Mahmud N., et al. // Experimental Hematol. 2001. Vol. 29. P. 244–255.
  36. Le Blanc K., Tammik C., Sundberg B., Haynethworth S. E., Ringden O. // Scand. J. Immunol. 2003. Vol. 57. P. 11-20.
  37. Majumdar M., Keane–Moore M., Buyaner D. et al. // J. Biomed. Sci. 2003. Vol. 10. P. 228–241.
  38. Schwarz E. J., Alexander G. M., Prockop D. J., Azizi S. A. // Hum. Gene Ther. 1999. Vol. 10. P. 2539–2549.
  39. Pereira R., Halford K., O’Hara M., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. 1995. Vol. 92. P. 4857–4861.
  40. Ferrari G., Cusella–DeAngelis G., Coletta M., et al. // Science. 1998. Vol. 279. P. 1528–1530.
  41. Barry F. P., Murphy J. M. // The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 2004. Vol. 36. P. 568–584.
  42. Kogler G., Sarnowski A., Wernet P. // Bone Marrow Transplantation. 1998. Suppl. 22. S. 14–5.
  43. Devine S. M., Hoffman R. // Current Opinionin Hematology. 2000. Vol. 7. P. 358–363.
  44. Almeida–Porada G., Porada C. D., Tran N., et al. // Blood. 2000. Vol. 95P. 3620–3627.
  45. Lukomska B., Janczewska S., Interewicz B., et al. // Transplant. Proc. 2001. Vol. 33. P. 1757.
  46. Majumdar M. K., Thiede M. A., Haynesworth S. E., Bruder S. P., Gerson S. L. // J. Hematother. Stem Cell Res. 2000. Vol. 9. P. 841-848.
  47. Haynesworth S. E., Baber M. A., Caplan A. I. // J. Cell Physiol. 1996. Vol. 166. P. 585-592.
  48. Cheng L., Qasba P., Vanguri P., Thiede M. A. // J. Cell Physiol. 2000. Vol. 184. P. 58-69.
  49. Cheng L., Hammond H., Ye Z., Zhan X., Dravid G. // Stem Cells. 2003. Vol. 21P. 131-142.
  50. Majumdar M. K., Thiede M. A., Mosca J. D., Moorman M., Gerson S. L. // J. Cell Physiol. 1998. Vol. 176P. 57–66.
  51. Schuening F. G., Storb R., Meyer J., Goehle S. // Exp. Hematol. 1989. Vol. 17. P. 411–417.
  52. Haynesworth S. E., Baber M. A., Caplan A. I. // Bone. 1992. Vol. 13. P. 69–80.
  53. Mbalaviele G., Jaiswal N., Meng A., Cheng L., Van Den Bos C., Thiede M. // Endocrinology. 1999. Vol. 140. P. 3736–3743.
  54. Seung Tae Lee, Joon Ho Jang, June–Won Cheong, Jin Seok Kim, Ho–Young Maemg, Jee Sook Hahn, Yun Woong Ko, Yoo Hong Min. // British Journal of Haematology. 2002. Vol. 118. P. 1128–1131.
  55. Novelli E., Buyaner D., Chopra R. et al. // Blood. 1998. P. 664a.
  56. Noort W. A., Kruisselbrink A. B., In’t Anker P. S., Kruger M., van Bezooijen R. L., de Paus R. A., Heemskerk M. H. M., Loewik C. W. G. M., Falkenburg J. H. F., Willemze R., Fibbe W. E. // Experimental Hematology. 2002. Vol. 30. P. 870–878.
  57. Su Jin Kim, Hyun Hwa Chao, Yeon Jeong Kim, Su Yeong Seo, Han Na Kim, Jae Bong Lee, Jae Ho Kim, Joo Seop Chung, Jin Sup Jung. // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2005. Vol. 329. P. 25-31.
  58. In’t Anker P. S., Noort W. A., Kruisselbrink A. B., Scherjon S. A., Beekhuizen W., Willemze R., Kanhai H. H. H., Willemze R. // Experimental Hematology. 2003. Vol. 31. P. 881–889.
  59. Chung N. G., Jeong D. C., Park S. J., Choi B. O., Cho B., Kim H. K., Chun C. S., Won J. H., Han C. W. // Int. J. Hematol. 2004. Vol. 80, N4. P. 370–376.
  60. Koc O. N., Gerson S. L., Cooper B. W., Dyhouse S. M., Haynesworth S. E., Caplan A. I., Lazarus H. M. // Journal of Clinical Oncology. 2000. Vol. 18, N2, P. 307-316.
  61. Djouad F., Plence P., Bony C., Tropel P., Apparailly F., Sany J., le Noe D., Jorgensen C. // Blood. 2003. Vol. 102, N10. P. 3837-3844.
  62. Bieback K., Kern S., Klüter H., Eichler H. // Stem cells. 2004. Vol. 22, N4. P. 625-634.
  63. De Ugarte D. A., Morizono K., Elbarbary A., Alfonso Z., Zuk P. A., Zhu M., Dragoo J. L., Ashjian P., Thomas B., Benhaim P., Chen I., Fraser J., Hedrick M. H. // Cells Tissues Organs. 2003. Vol. 174. P. 101-109.
  64. Mizuno H., Hyakusoki H. // J. NipponMed. Sch. 2003. Vol. 70, N4. P. 300-306.
  65. Левин В. И., Миланович Н. Ф., Луц Л. С. и др. // Актуальные вопросы гематологии и трансфузиологии. Санкт-Петербург. 2002. С. 122-124.
  66. Bouzianas D. G. // Methods in Cell Science. 2003. Vol. 25. P. 201-210.

 

контакты
Вход

Источник: http://euro-a.ru/plasticheskiy-hirurg-mancevich-vi...

Приказ министерства обороны рф сколиоз

Приказ министерства обороны рф сколиоз

Комментарии

Имя:*
E-Mail:
Введите код: *
Комплексное лечение алопеции у женщин